AUTORZY

Christa Wilczek

Dr med. vet., Veterinäroberrätin

Abteilung Tierschutz, Tiergesundheitsschutz und Tierseuchenbekämpfung

Amt für Veterinärwesen und Verbraucherschutz

Rheinstraße 67

64295 Darmstadt

e-mail: c.wilczek@ladadi.de

Kristin Merl

Dr med. vet., Veterinäroberrätin

Dezernat V54: Veterinärwesen und Verbraucherschutz

Regierungspräsidium Darmstadt

Wilhelminenstraße 1–3

64283 Darmstadt

e-mail: k.merl@rpda.hessen.de

Authorized translation of the seventh German language edition

Wilczek C./Merl K., MemoVet

© 2012 by Schattauer GmbH, Stuttgart/Germany

© Copyright for the Polish edition by PZWL Wydawnictwo Lekarskie, Warszawa 2018

Wszystkie prawa zastrzeżone.

Przedruk i reprodukcja w jakiejkolwiek postaci całości bądź części książki bez pisemnej zgody wydawcy są zabronione.

Autorzy, Tłumacz i Wydawnictwo dołożyli wszelkich starań, aby wybór i dawkowanie leków w tym opracowaniu były zgodne z aktualnymi wskazaniami i praktyką kliniczną. Mimo to, ze względu na stan wiedzy, zmiany regulacji prawnych i nieprzerwany napływ nowych wyników badań dotyczących podstawowych i niepożądanych działań leków, Czytelnik musi brać pod uwagę informacje zawarte w ulotce dołączonej do każdego opakowania, aby nie przeoczyć ewentualnych zmian we wskazaniach i dawkowaniu. Dotyczy to także specjalnych ostrzeżeń i środków ostrożności. Należy o tym pamiętać, zwłaszcza w przypadku nowych lub rzadko stosowanych substancji.

Wydawca: Jolanta Jedlińska

Redaktor merytoryczny: Magdalena Pluta

Producent: Magdalena Preder

Projekt okładki i stron tytułowych: Lidia Michalak-Mirońska

Ilustracja na okładce: dotshock/Shutterstock

Skład wersji elektronicznej na zlecenie PZWL Wydawnictwa Lekarskiego: Marcin Kapusta / konwersja.virtualo.pl

eBook został przygotowany na podstawie wydania papierowego z 2018 r., (wyd. I)

Warszawa 2018

ISBN 978-83-200-5502-3

PZWL Wydawnictwo Lekarskie

02-460 Warszawa, ul. Gottlieba Daimlera 2

tel. 22 695 43 21

www.pzwl.pl

Księgarnia wysyłkowa:

tel. 42 680 44 88; infolinia: 801 33 33 88

e-mail: wysylkowa@pzwl.pl

Przedmowa do wydania polskiego

Przekazujemy Czytelnikowi kolejne opracowanie wydane w formie kompendium, będące już piątą pozycją Wydawnictwa Lekarskiego PZWL dedykowaną uwadze studentów i lekarzy weterynarii w Polsce. Podobnie jak poprzednie kompendia, również najnowsze zostało napisane przez niemieckich lekarzy weterynarii. Tym razem, mimo kieszonkowego formatu, jest nieco obszerniejsze. Obok ogólnej weterynaryjnej wiedzy podstawowej opracowanie zawiera informacje bardziej szczegółowe, odnoszące się do czterech grup zwierząt: psów i kotów, koni, bydła oraz świń. Użyte formy prezentacji umożliwiają szybkie odnalezienie i przypomnienie podstawowej wiedzy z zakresu anatomii, fizjologii, chirurgii ogólnej i anestezjologii, farmakologii i epidemiologii weterynaryjnej. Cenne są także uwagi dotyczące wwożenia i przemieszczania zwierząt na terenie Unii Europejskiej. W odniesieniu do wielu cytowanych niemieckich aktów prawnych w książce można znaleźć przypisy o obowiązujących polskich przepisach prawa.

Dużym atutem kompendium są zawarte w nim uwagi praktyczne. Odnoszą się one do technik ekspozycji ciała zwierząt poddawanych badaniu RTG, rodzajów stosowanych w praktyce technik zespalania chirurgicznego tkanek, drenażu ran, terapii infuzyjnej, diagnostyki opartej na badaniach krwi i punktatów, wskazań terapeutycznych w zakresie stosowania leków i anestetyków, programów szczepień i zwalczania pasożytów. Osobny dział stanowią informacje z zakresu fizjologii rozrodu, sterowania cyklem jajnikowym, inseminacji oraz rozpoznawania ciąży. Na uwagę szczególnie młodych lekarzy rozpoczynających pracę zasługują rozdziały opisujące zasady postępowania w przypadkach nagłych, z którymi wielokrotnie spotyka się lekarz w swojej codziennej praktyce.

Kompendium jest przeznaczone przede wszystkim dla studentów kierunków weterynaryjnych i młodych lekarzy, ale również tych kolegów pracujących w terenie, którzy muszą podjąć postępowanie diagnostyczne i terapeutyczne wobec gatunków zwierząt rzadko będących ich pacjentami.

Podobnie jak w przypadku wcześniejszych opracowań, zwarty sposób prezentowania informacji, a także możliwość skonfrontowania wiedzy własnej z tą opisaną przez lekarzy niemieckich niech będą zachętą do uzupełnienia posiadanej biblioteki książek weterynaryjnych o to nowe opracowanie, które jako redaktorzy naukowi gorąco polecamy.

Dr hab. n. wet. Marek Gehrke

Prof. dr hab. n. wet. Jędrzej M. Jaśkowski

Dr med. wet. Aleksander Skoracki

Przedmowa do wydania siódmego

Także w siódmym wydaniu cenionej książki MemoVet zmiany oraz uzupełnienia dotyczą zwłaszcza leków oraz zwalczania epidemii u zwierząt, a także różnych parametrów laboratoryjnych. Ponadto uwzględniono sugestie oraz krytyczne uwagi naszych czytelników, za które dziękujemy, podobnie jak za liczne oznaki pozytywnego oddźwięku.

Oddając w Państwa ręce kompaktową książkę MemoVet, życzymy Wam dalej wiele radości i aktualnych odpowiedzi na codzienne pytania napotykane w praktyce.

Darmstadt, lipiec 2011

Dr Kristin Merl

Dr Christa Wilczek

Przedmowa do wydania piątego

Cieszymy się niezmiernie, mogąc przedstawić Państwu nowe, całkowicie przerobione piąte wydanie książki MemoVet.

Jest ono nowe w odniesieniu do aktualizacji całej zawartości oraz składu autorskiego, stare zaś pod względem sprawdzonej kompaktowej formy oraz przejrzystości ulubionego formatu poradnika, który można włożyć do kieszeni lekarskiego fartucha.

Przed trzynastu, licząc od dziś, laty, trójka przyjaciół ze studiów postanowiła urzeczywistnić pewien pomysł i dzięki wsparciu wydawnictwa Schattauer książka ta zadebiutowała na rynku. Po przygotowaniu czwartego wydania dwóch autorów wycofało się z powodów zawodowych i pojawiło się pytanie: co dalej z MemoVet? W osobie pani dr Kristin Merl, odpowiedzialnej za nadzór nad lekami dla zwierząt w powiecie Darmstadt, udało się pozyskać nową autorkę, która przeredagowała i zaktualizowała całą część dotyczącą leków. Zaktualizowano również pozostałe rozdziały i teraz możemy z dumą i radością powiedzieć: „Udało się!”.

Przed Państwem opracowanie, które w dalszym ciągu powinno być zaufanym doradcą w sprawach codziennej praktyki i które z pewnością chętnie będziecie Państwo brać do ręki także po zdjęciu kitla. Pisząc w kolejnych rozdziałach o „lekarzach weterynarii”, mamy na myśli oczywiście także wszystkie koleżanki. Pozostajemy cały czas otwarci na sugestie oraz konstruktywną krytykę i dziękujemy wszystkim, którzy wsparli nas, wykazując wiele cierpliwości, zrozumienia i zaangażowania.

Darmstadt, kwiecień 2008

Dr Christa Wilczek

Dr Kristin Merl

Przedmowa do wydania pierwszego

„Ściąga dla lekarza weterynarii” – tak mogłoby brzmieć tłumaczenie naszej książki. Nasza trójka (Kristine, Christa i Uwe) jest grupą przyjaciół ze studiów, którzy razem zdawali egzaminy. Od tego czasu każdy z nas podążył własną drogą (doktorat, egzaminy państwowe, asystentura, rezydentura, urzędowy lekarz weterynarii), niemniej przy okazji rzadkich niestety wspólnych spotkań stale obserwowaliśmy, że mamy ze sobą wiele wspólnego; na przykład mimo wielu lat studiów brakuje nam wciąż (albo już) podstawowej wiedzy. Towarzyszy nam przez cały czas poczucie potrzeby posiadania podręcznego zbioru literatury specjalistycznej w wożonej ze sobą walizce, żeby szybko przypomnieć sobie lub uzupełnić potrzebną wiedzę. Szczególnie odczuwaliśmy to, zastępując w pracy kolegów: nie mieli oni leków, do których byliśmy tak bardzo przyzwyczajeni, a zamiast nich były inne, które stojąc bez ulotki w domu, wydawały nam się takie obce. Nagle opuszczała nas pewność siebie – trzeba było szybko wykonywać narkozę relatywnie nieznanym narkotykiem – bardzo niemiłe uczucie! Problemy te sprawiły, że Uwe rozpoczął poszukiwania książki, w której nie będzie opisów obrazów chorób i metod ich leczenia (jest ich już dość), ale nadającej się do włożenia do kieszeni fartucha, książki, która może pomóc przezwyciężyć codzienne problemy lekarza początkującego albo zastępującego kolegę. Niestety, niczego nie znalazł. I w tym momencie decyzja zapadła: sami napiszemy książkę, napiszemy MemoVet.

Tylko dla studentów i początkujących?

Nie, z pewnością nie! Nobody is perfect, nawet jeśli niektórzy z uczących chętnie chcieliby wzbudzać takie pozory. Nigdy nie spotkaliśmy kolegów, którzy czuliby się pewnie we wszystkich dziedzinach działalności. Zwłaszcza w dziedzinach peryferyjnych potrzebne jest czasami wsparcie, którego nie należy się wyrzekać pod wpływem fałszywej próżności. Zwłaszcza lekarze praktykujący jednocześnie w różnych dziedzinach z chęcią sięgną po MemoVet.

Jednakże nasz MemoVet nie może zastąpić podręcznika!

Zalecenia odnośnie do dawkowania oraz wskazówki powstały zgodnie z naszą najlepszą wiedzą i sumieniem, na podstawie starannego przeglądu literatury, lecz nie zwalnia to od ich krytycznej weryfikacji.

Zwłaszcza pierwsze wydanie powinno skłonić Czytelnika do konstruktywnej krytyki, aby MemoVet mógł stać się jeszcze bardziej godnym zaufania partnerem.

Uwe Knickel

Christa Wilczek

Kristine Joest

Wykaz skrótów

A., Aa.

tętnica, -e (arteria, arteriae)

AMG

Ustawa o lekach

AMVV

Rozporządzenie w sprawie przepisywania leków

Art., Artt.

staw, -y (articulatio, articulationes)

BfARM

Federalny Instytut Leków i Produktów Medycznych

BmTierSSchV

Rozporządzenie w sprawie ochrony przed epidemiami zwierzęcymi na rynku wewnętrznym

BSE

gąbczasta encefalopatia bydła (bovine spongiform encephalopathy)

BtMBinHV

Rozporządzenie o handlu wewnętrznym środkami odurzającymi

BtMG

Ustawa o środkach odurzających

BtMVV

Rozporządzenie o przepisywaniu środków odurzających

CL

ciałko żółte (corpus luteum)

CO

objętość minutowa serca (cardiac output)

CWD

przewlekła choroba wyniszczająca (chronic wasting disease)

ext.

zewnętrzny (externa)

h

godzina

HR

częstość pracy serca (heart rate)

i.a.

dotętniczy

i.abd.

dobrzuszny

i.c.

dosercowy

i.m.

domięśniowy

i.p.

dootrzewnowy

i.pulm.

dopłucny

i.v.

dożylny

lat.

lateralny

Lig.

więzadło (ligamentum)

Ln., Lnn.

węzeł, -ły chłonny, -e (lymphonodus, lymphonodi)

M., Mm.

mięsień, -śnie (musculus, musculi)

m.c.

masa ciała

med.

środkowy (medialis)

m.ż.

miesiąc życia

N., Nn.

nerw, -y (nervus, nervi)

neg.

negatywny

OUN

ośrodkowy układ nerwowy

p.c.

po zapłodnieniu (post conceptionem)

p.o.

doustnie (per os)

poz.

pozytywny

p.ov.

po owulacji (post ovulationem)

p.p.

po porodzie (post partum)

prim.

pierwszorzędowy

s.c.

podskórnie

SigG

Ustawa o podpisach

supf.

powierzchowny (superficialis)

TÄHAV

Rozporządzenie o podręcznych aptekach weterynaryjnych

Tbc

tuberkuloza

Tier-ImpfStV

Rozporządzenie o szczepionkach dla zwierząt

TierSch-TrV

Rozporządzenie o ochronie zwierząt podczas transportu

TierSG

Ustawa o epidemiach zwierzęcych

TME

pasażowalna encefalopatia norek (transmissible mink encephalopathy)

TollwV

Rozporządzenie o ochronie przed wścieklizną

Tox.

toksyna

TSchG.

Ustawa o ochronie zwierząt

t.ż.

tydzień życia

V., Vv.

żyła, -y (vena, venae)

ViehVerkV

Rozporządzenie o obrocie bydłem

WaffG

Ustawa o broni

Cytowane w książce przepisy prawa

• Ustawa o lekach (Arzneimittelgesetz, AMG), stan na 22.12.2010 r.

• Rozporządzenie w sprawie przepisywania leków (Arzneimittelverschreibungsverordnung, AMVV), stan na 17.02.2011 r.

• Ustawa o środkach odurzających (Betäbungsmittelgesetz, BtMG), stan na 22.12.2010 r.

• Rozporządzenie o handlu wewnętrznym środkami odurzającymi (Betäbungsmittel-Binnenhandelsverordnung, BtmBinHV), stan na 24.06.1994 r.

• Rozporządzenie o przepisywaniu środków odurzających (Betäubungsmittelverschreibungsverordnung, BtMVV), stan na 15.07.2009 r.

• Rozporządzenie o ochronie rynku wewnętrznego przed epidemiami zwierzęcymi (Binnenmarkt-Tierseuchenschutzverordnung, BmTierSSchV), stan na 14.07.2010 r.

• Nowelizacja rozporządzenia o epidemiach zwierzęcych podlegających obowiązkowi zgłoszenia (Neufassung der Verordnung über anzeigepflichtige Tierseuchen) z dnia 19.07.2009 r.

• Rozporządzenie o podręcznych aptekach weterynaryjnych (Tierärztliche Hausapotheken-Verordnung, TÄHAV), stan na 08.07.2009 r.

• Rozporządzenie o szczepionkach dla zwierząt (Tierimpfstoff-Verordnung, TierImpfStV), stan na 17.07.2009 r.

• Ustawa o ochronie zwierząt (Tierschutzgesetz, TierSchG), stan na 09.12.2010 r.

• Rozporządzenie o ochronie psów (Tierschutz-Hundeverordnung, TierSchHuV), stan na 19.04.2006 r.

• Rozporządzenie o ochronie zwierząt podczas transportu (Tierschutztransportverordnung, TierSchTrV), stan na 11.02.2009 r.

• Ustawa o epidemiach zwierzęcych (Tierseuchengesetz, TierSG), stan na 09.12.2010 r.

• Rozporządzenie (EG) nr 998/2003 – o warunkach weterynaryjnych do przewozu zwierząt domowych (Veterinärbedingungen für die Verbringung von Heimtieren), ostatecznie zmienione przez rozporządzenie (EG) nr 438/2010

• Rozporządzenie (EG) nr 1/2005 – ochrona zwierząt podczas transportu (Schutz von Tieren beim Transport)

• Rozporządzenie o ochronie przed szkodami wyrządzonymi przez promieniowanie rentgenowskie (Verordnung über den Schutz vor Schäden durch Röntgenstrahlen, RoeV), stan na 30.04.2003 r.

• Rozporządzenie o ochronie bydła przed infekcją bydlęcym herpeswirusem typu 1 – Rozporządzenie BHV-1 (Verordnung zum Schutz der Rinder von einer Infektion mit dem Bovinen Herpesvirus Typ I, BHV 1-Verordnung), stan na 20.12.2005 r.

• Rozporządzenie o ochronie bydła przed infekcją wirusem wirusowej biegunki bydlęcej – Rozporządzenie BVDV (Verordnung zum Schutz der Rinder von einer Infektion mit dem Bovinen Virusdiarrhoe-Virus, BVDV-Verordnung), stan na 17.12.2010 r.

• Rozporządzenie o ochronie przed wścieklizną (Verordnung zum Schutz gegen Tollwut, TollwV), stan na 04.10.2010 r.

• Rozporządzenie zmieniające rozporządzenia o epidemiach zwierzęcych podlegających obowiązkowi zgłoszenia i o chorobach zwierzęcych podlegających obowiązkowi zgłoszenia z dnia 19.07.2011 r. (Verordnung zur Änderung der Verordnung über anzeigepflichtige Tierseuchen und der Verordnung über meldepflichtige Tierkrankheiten vom 19. Juli 2011).

• Rozporządzenie o obrocie bydłem (Viehverkehrsverordnung, ViehVerkV), stan na 03.03.2010 r.

• Ustawa o broni (Waffengesetz, WaffG), stan na 17.07.2009 r.

I. Zasady ogólne

1. Jednostki miary oraz przeliczniki

1.1. Jednostki układu SI

1.2. Przedrostki jednostek miary

1.3. Wartości przeliczników dla laboratoryjnych parametrów diagnostycznych

1.4. Niemieckie miary i wagi

1.5. Angloamerykański system miar

1.1. Jednostki układu SI

Système international d’unités, nazywany w skrócie SI (tab. 1.1) powstał, aby umożliwić stworzenie jednostek miar uznawanych na skalę międzynarodową. Tabela 1.2 zawiera przedrostki potęg dziesiętnych, a tabela 1.3 – przeliczniki laboratoryjnych parametrów diagnostycznych. Od końca 1970 r. obowiązuje w Niemczech prawo wymagające zastępowania „starych jednostek” (np. KM albo kalorie) jednostkami układu SI. Niektóre niemieckie miary i wagi znajdują się w tabeli 1.4, z kolei domowe miary cieczy zestawiono w tabeli 1.5. Obecnie jednostki układu SI obowiązują w ponad 100 państwach: wyjątek stanowią Stany Zjednoczone Ameryki i Wielka Brytania. Większość Brytyjczyków liczy dalej w uncjach oraz funtach brytyjskich, w galonach, stopach, milach czy calach. Przeliczenie powinny tu ułatwić tabele 1.6 i 1.7.

Tabela 1.1. Jednostki SI, jednostki pochodne i ich powiązania. Symbole układu SI oraz jednostki podstawowe podano pogrubioną czcionką

Mierzona wielkość

Jednostka SI

Inne jednostki

Nazwa

Symbol

Nazwa

Symbol

Zależność

Długość

Metr

m

Dioptria

dpt

1 dpt = 0,1 m

Powierzchnia

(pochodna)

Metr kwadratowy

m²

Objętość

Metr sześcienny

m³

Litr

l

1 m³ = 1000 l

Masa

Kilogram

kg

Gram

Tona

Dalton

g

t

D

1 g = 0,001 kg

1 t = 1000 kg

1 D = 1,661 × 10–24 g

Ilość substancji

Mol

mol

1 mol = 6,022 × 10²³ cząsteczek

Molarność

Molar

Mol/kg

M

mol/l

mol/kg

Gramorówno-ważnik

1 mval/l = 1 mmol/l

dla jonów jednowartościowych

2 mval/l = 1 mmol/l dla jonów dwuwartościowych

Aktywność katalityczna

Katal

kat

mol/s

1 kat = 1 mol przekształconego substratu/s

Aktywność enzymu

Unit

U

1 U = 1 µmol przekształconego substratu/min

Czas

Sekunda

s

Minuta

Godzina

Doba

min

h

d

1 m = 60 s

1 h = 60 min

1 d = 24 h

Częstotliwość

Herz

Hz

1 Herz = 1 zdarzenie/s

Prędkość

Metr/s

m/s

Kilometr/godz.

km/godz.

1 km/godz. = 1/3,6 m/s

Przyspieszenie

Metr/s²

m/s²

Siła

Newton

N

1 N = 0,102 kgp

1 N = 1 kg m/s²

Moc

Wat

W

1 W = 1 J/s = 1 Nm/s = 1 Va

Energia, praca, ciepło

Dżul

J

1 J = 1 Ws = 0,239 cal

Temperatura

Kelvin

K

Stopień Celsjusza

°C

1 K = 1°C

0°C = 273,15 K

Ciśnienie

Pascal

Pa

Bar

Atmosfera

bar

atm

0,0075 mm Hg (Torr) = 1 Pa

1 mm Hg (Torr) = = 133,322 Pa

1 mbar = 100 Pa

1 atm = 101,3 kPa

1.2. Przedrostki jednostek miary

Tabela 1.2. Przedrostki oraz skróty przedrostków potęg dziesiętnych (używane zarówno dla jednostek układu SI, jak i pochodnych)

Przedrostek

Skrót

Potęga

Nazwa oraz przykłady

Deka

da

10¹

dziesięć

Hekto

h

10²

sto

1 hektogram = 100 g

1 hektolitr = 100 l

Kilo

K

10³

tysiąc

1 kilometr = 1000 m

Mega

M

10⁶

milion

Giga

G

10⁹

miliard

Tera

T

10¹²

bilion

Peta

P

10¹⁵

biliard

Exa

E

10¹⁸

trylion

Zetta

Z

10²¹

tryliard

Yotta

Y

10²⁴

kwadrylion

Decy

d

10–1

dziesiąta część

1 decymetr = 0,1 m

1 decymetr sześcienny = 1,0 l

Centy

c

10–2

setna część 1%

1 centymetr = 0,01 m

1 centymetr sześcienny = 0,001 l

Mili

m

10–3

tysięczna część 1‰

1 milimetr = 0,001 m

1 miligram = 0,001 g

1 milimikron = 10 angstremów = 0,000001 mm

Mikro

µ

10–6

1 ppm (= część/milion)

np. 1 mg/kg

Nano

n

10–9

1 ppb (= część/miliard)

np. 1 μg/kg

Pico

p

10–12

1 ppt (= część/bilion)

np. 1 ng/kg

Femto

f

10–15

część/biliard

Atto

a

10–18

część/trylion

Zepto

z

10–21

część/tryliard

Yokto

y

10–24

część/kwadrylion

1.3. Wartości przeliczników dla laboratoryjnych parametrów diagnostycznych

Aby przeliczyć jedną jednostkę na drugą, trzeba przemnożyć odpowiednią wielkość przez przypisany jej współczynnik przeliczeniowy (np. stężenie bilirubiny w mg/dl × 17,104 = stężenie bilirubiny w µmol/l).

Tabela 1.3. Tabela przeliczeniowa diagnostycznych parametrów laboratoryjnych

Parametr

Stara jednostka

Współczynnik przeliczeniowy do jednostki układu SI

SI

Współczynnik przeliczeniowy do starej jednostki

Krew

Erytrocyty

Hemoglobina

Hematokryt

Leukocyty

Trombocyty

mio/µl

g/dl

%

l/µl

l/ml

1

10

0,01

0,001

0,001

T/l = 10¹²/l

g/l

l/l

G/l = 10⁹/l

G/l = 10⁹/l

1

0,1

100

1000

1000

Elektrolity

Wapń

Chlorki

Żelazo

Potas

Miedź

Magnez

Sód

Fosfor

Cynk

mg/dl

mg/dl

µg/dl

mg/dl

µg/dl

mg/dl

mg/dl

mg/dl

µg/dl

0,2495

0,2821

0,1791

0,2557

0,1574

0,4113

0,4350

0,3229

0,1530

mmol/l

mmol/l

µmol/l

mmol/l

µmol/l

mmol/l

mmol/l

mmol/l

µmol/l

4,0080

3,5453

5,5847

3,9102

6,3532

2,4312

2,2989

3,0974

6,5370

Substraty

Albuminy

Bilirubina

Cholesterol

Fibrynogen

Białko całkowite

Glukoza

Mocznik

Kwas moczowy

Kreatynina

Mleczany

Trójglicerydy

g/dl

mg/dl

g/dl

mg/dl

g/dl

mg/dl

mg/dl

mg/dl

mg/dl

mg/dl

mg/dl

144,9

17,104

0,0259

0,01

10

0,0555

0,1665

59,48

88,402

0,111

0,0114

µmol/l

µmol/l

mmol/l

g/l

g/l

mmol/l

mmol/l

µmol/l

µmol/l

mmol/l

mmol/l

0,0069

0,0585

38,664

100

0,1

18,016

6,0060

0,0168

0,0113

9,0080

87,500

1.4. Niemieckie miary i wagi

Tabela 1.4. Przeliczanie niemieckich jednostek miary do systemu metrycznego

Miary długości

1 mila geograficzna = 7,42 km

1 mila morska = 1 węzeł = 1,85 km

Miary objętości

1 sążeń = 3,338 m³

1 korzec = 54,96 l

Miary powierzchni

1 kilometr kwadratowy = 1 000 000 m²

1 hektar = 10 000 m² = 4 morgi

1 morga pruska = 2553 m²

1 ar = 100 m²

Miary ilości i wielkości

1 gros = 12 tuzinów = 144 sztuki

1 kopa = 3 sztygi = 60 sztuk

1 mendel duży = 16 sztuk

1 mendel mały = 15 sztuk

Ciężary

1 kg = 1000 g = 2 funty

1 tona = 1000 kg

1 cetnar podwójny = 100 kg

1 cetnar = 50 kg

1 tona rejestrowa (miara żeglugowa) = 2,832 m³

Tabela 1.5. Domowe jednostki masy wraz z wymiarami

Domowe jednostki masy

1 kropla ok. 0,06 ml

16 kropli ok. 1 ml

1 łyżeczka do herbaty ok. 5 ml

1 łyżka stołowa ok. 15 ml

1 filiżanka ok. 160 ml

¹/₈ litra (l) = 125 ml

¹/₄ litra = 250 ml

³/₈ litra = 375 ml

³/₄ litra = 750 ml

1 litr = 1000 ml

1.5. Angloamerykański system miar

Temperatura

Jednostką angloamerykańską jest 1 Fahrenheit. Generalnie stosuje się przelicznik: °C = (°F – 32) : 1,8.

Tabela 1.6. Najważniejsze przeliczenia dla termometrów

Stopnie Fahrenheita (°F)

Stopnie Celsjusza (°C)

98,6

37,0

99,5

37,5

100,5

38,1

102,0

38,9

103,0

39,4

104,0

40,0

Tabela 1.7. Przeliczenia miar metrycznych na brytyjskie i amerykańskie jednostki miary (i odwrotnie)

Miary długości

1 mm = 0,03937 cala

1 cm = 0,3937 cala

1 dm = 3,937 cala

1 m = 39,37 cala

    = 3,28 stopy

    = 1,09 jarda

1 km = 1000 m

    = 0,621 mili brytyjskiej/statutowej

1 cal (in.) = 2,54 cm

1 stopa (ft.) = 30,48 cm

1 jard (= 3 ft.) (yd.) = 91,44 cm

1 mila (mi.) = 1,6093 km

1 pręt (albo pole, perch) (rd.) = 5,03 m

1 łańcuch (ch.) = 20,12 m

1 furlong (fur.) = 201,17 m

Miary powierzchni

1 mm² = 0,0015 cala kwadratowego

1 cm² = 1/10 000 metra kwadratowego

1 m² = 1,1959 jarda kwadratowego

1 cal kwadratowy (sq. in.) = 6,45 cm²

1 stopa kwadratowa (sq. ft.) = 929,03 cm²

1 jard kwadratowy (sq. yd.) = 0,836 m²

Objętości i miary przestrzenne

1 cm³ = 0,06 cala sześciennego

1 m³ = 1,30 jarda sześciennego

1 l = 1,76 pinty (brytyjskiej) albo 2,1134 pinty (amerykańskiej)

    = 0,22 galona (brytyjskiego) albo 0,264 galona (amerykańskiego)

1 cal sześcienny (cu. in.) = 16,387 cm³

1 stopa sześcienna (cu. ft.) = 0,028317 m³

1 jard sześcienny (cu. yd.) = 0,765 m³

Ciężary

1 mg = 0,015 ziarna (troy)

1 g = 15,43 ziarna (troy)

1 funt = 1,10 funta (avdp.)

    = 1,34 funta (troy)

1 kg = 2,20 funta (avdp.)

    = 2,68 funta (troy)

1 t = 0,98 tony brytyjskiej

    = 1,10 tony amerykańskiej

Ciężary handlowe

1 ziarno (gr.) = 0,065 g

1 dram, dram amerykański (dr. av.) = 1,77 g

1 uncja (oz. av.) = 28,35 g

1 funt (lb. av.) = 454 g

1 kamień (st.) = 6,35 kg

1 quarter (qr.) UK = 12,70 kg

1 quarter (qr.) US = 11,34 kg

1 cetnar (cwt.) UK = 50,80 kg

1 cetnar (cwt.) US = 45,36 kg

1 tona (tn., t.) UK = 1016 kg

1 tona (tn., t.) = 907,18 kg

Odnośniki do stron internetowych

www.laboklin.de

de.wikipedia.org

2. Badanie RTG

2.1. Zasada rentgenografii

2.2. Parametry naświetlania

2.3. Kaseta rentgenowska oraz wielkość błony

2.4. Oznaczenie zdjęcia rentgenowskiego

2.5. Projekcje standardowe

2.6. Ułożenie małego zwierzęcia

2.6.1. Głowa i szyja

2.6.2. Kończyna przednia

2.6.3. Kończyna tylna

2.6.4. Klatka piersiowa i jama brzuszna

2.6.5. Nagromadzenia cieczy

2.7. Zdjęcie

2.7.1. Metody poprawy jakości zdjęć

2.7.2. Zdjęcia kontrastowe

2.8. Wywoływanie

2.9. Oglądanie oraz ocena zdjęcia

2.10. Ochrona przed promieniowaniem

Badanie rentgenowskie jest ważną metodą diagnostyczną w praktyce weterynaryjnej, uzupełniającą przeprowadzone wcześniej badania ogólne oraz specjalistyczne.

Pominięto podstawy fizyczne i techniczne (np. budowa i działanie aparatu rentgenowskiego), ponieważ są one dostępne w odpowiedniej literaturze.

2.1. Zasada rentgenografii

Obraz rentgenowski stanowi w pewnym uproszczeniu cień. Zależnie od gęstości obiektu oraz jego struktury pewna część padającego promieniowania zostaje zaabsorbowana, a pewna rozproszona. Im gęstość badanego obiektu jest większa, tym mniej promieni pada na błonę. Po jej wywołaniu powstają cienie zróżnicowane w skali szarości od barwy białej (struktury mineralne, kości) przez szarą (ciecze, tkanki miękkie, tłuszcz) do czarnej (powietrze). Duże znaczenie, oprócz gęstości oraz struktury, ma obserwacja zarysu (konturu) obiektu. Jego zmiany uwidoczniają się w postaci przemieszczeń lub deformacji.

2.2. Parametry naświetlania

• Koń: 90–100 kV, 30–60 mA

• Małe zwierzęta: 55–100 kV, 30 mA (zrównoważenie mniejszej liczby mA przez folię wzmacniającą)

2.3. Kaseta rentgenowska oraz wielkość błony

Patrząc w kierunku zgodnym z przebiegiem promieni, budowa metalowej kasety przedstawia się następująco:

• Aluminiowa pokrywa

• Folia przednia

• Błona światłoczuła

• Folia tylna

• Płytka dociskowa

• Ołowiana podstawa (absorbująca promieniowanie rentgenowskie)

Kliszę przechowuje się w ciemnym pomieszczeniu.

Wyboru wielkości kliszy należy dokonywać według zasady:

„Taka duża, jak trzeba, ale taka mała, jak to możliwe”.

Wielkości standardowe to:

13 × 18 cm, 24 × 36 cm i 30 × 40 cm

2.4. Oznaczenie zdjęcia rentgenowskiego

Każde zdjęcie rentgenowskie jest dokumentem. Jednolite oznaczenie jest niezwykle ważne dla prawidłowej oceny zdjęcia, również w przypadkach, gdy przyniósł je właściciel pacjenta z innej lecznicy lub kliniki.

Należy uwzględnić następujące punkty:

• Oznaczenie strony (ołowiane)

– Oznaczenie strony należy ułożyć na krawędzi kasety z kliszą przed wykonaniem zdjęcia. W przypadku kranio-kaudalnych bądź kaudo-kranialnych ujęć kończyn oznaczenia należy umieszczać po stronie lateralnej kończyny.

– Oznaczenie wykonuje się zawsze w kierunku biegu promieni.

• Folia grafitowa

– Folię należy opisać podczas wykonywania zdjęcia i umieścić na kasecie bądź na błonie.

• Znacznik

– Ważne: odklejanie jakichkolwiek części kasety (bez naświetlenia!) i oznaczanie błony po zrobieniu zdjęcia powinno się odbywać w ciemni.

Folia grafitowa albo znacznik powinny zawierać następujące informacje:

• bieżący numer zdjęcia rentgenowskiego;

• nazwisko właściciela pacjenta;

• gatunek zwierzęcia, rasę, imię oraz wiek pacjenta;

• diagnozę, podejrzenie;

• nazwisko lekarza weterynarii;

• datę.

2.5. Projekcje standardowe

Jako punkt wyjścia konieczny jest jednolity opis (nomenklatura) przebiegu promieni. Pierwsza połowa słowa opisuje miejsce wejścia promieni, natomiast druga miejsce wyjścia (tam, gdzie leży klisza rentgenowska).

Ogólnie:

• z zewnątrz do wnętrza – latero-medialnie (lm)

• z wnętrza na zewnątrz – medio-lateralnie (ml)

• z przodu do tyłu – kranio-kaudalnie

• kończyna (z „góry”) – dorso-palmarnie/-plantarnie (dp)

• z tyłu do przodu – kaudo-kranialnie

• kończyna (z „dołu”) – palmo-/planto-dorsalnie (pd)

• z zewnątrz do środka – latero-aksjalnie (la)

• z wnętrza do środka – medio-aksjalnie (ma)

Tułów

• prawe ułożenie boczne – sinistro-dekstralne (sd)

• lewe ułożenie boczne – dekstro-sinistralne (ds)

• bocznie – latero-lateralne (ll)

• z góry na dół – dorso-wentralne (dv)

• z dołu do góry – wentro-dorsalne (vd)

Dodatkowo można zastosować projekcje ukośne.

2.6. Ułożenie małego zwierzęcia

Oprócz techniki wykonania zdjęcia duże znaczenie ma także prawidłowe ułożenie małego zwierzęcia. Można do tego wykorzystać takie pomoce, jak woreczki z piaskiem, poduszki, klocki drewniane albo taśmy. Najczęściej konieczna jest sedacja pacjenta.

2.6.1. Głowa i szyja

• Czaszka (zarys) (ryc. 2.1a, b)

U zwierzęcia niepoddanego sedacji zalecany jest dorso-wentralny przebieg promieni. Głowa utrzymywana jest w pozycji przez niewielki nacisk na kark. Centralna wiązka promieni powinna być skierowana na środek linii łączącej oczy prostopadle do kasety.

U zwierząt poddanych sedacji można wykonać również zdjęcie wentro-dorsalne (żuchwowo-przednie). Pod kark należy podłożyć poduszkę, a pod nos klin. Ważne jest równoległe ustawienie gałęzi żuchwy. Wiązka centralna musi trafić w środek linii łączącej dwa ostatnie zęby trzonowe.

• Szczęka górna (ryc. 2.1c)

Zwierzę znajduje się w ułożeniu bocznym, ewentualnie skośnym. Jama ustna jest otwarta za pomocą rozwieracza. Łuk jarzmowy i nos przylegają do błony, podniebienie twarde znajduje się pod kątem 45° do kasety. Centralna wiązka promieni trafia w brzeg zębodołu na wysokości pierwszego zęba trzonowego.

• Żuchwa (ryc. 2.1d)

W tym przypadku polecane jest ułożenie piersiowo-brzuszne. Głowa leży pod kątem 45° do kasety rentgenowskiej. Centralna wiązka promieniowania znowu skierowana jest w brzeg zębodołu pierwszego zęba trzonowego i powinna padać na kliszę prostopadle (Sinofilm).

Rycina 2.1a, b. Ułożenie małego zwierzęcia.

• Boczne ujęcie głowy (ryc. 2.1e)

Głowa leży na kasecie. Gałęzie żuchwy muszą przy tym być ułożone równolegle jedna nad drugą. Jako podparcie można położyć pod pysk poduszkę. Centralna wiązka promieniowania powinna padać na głowę w środku między podstawą ucha a zewnętrznym kątem oka prostopadle do kasety.

• Kręgosłup szyjny (latero-lateralnie) (ryc. 2.1f)

Ważne, żeby kręgosłup był ułożony równolegle do stołu rentgenowskiego. Asystent unieruchamia głowę, trzymając zwierzę za uszy i pysk. Głowę należy przy tym delikatnie naciągnąć. Kończyny przednie odciągamy w kierunku kaudalnym.

Centralną wiązkę promieniowania kieruje się na szerokość dwóch palców nad tchawicą, na 3. kręg szyjny (ekran wzmacniający o wysokiej czytelności szczegółów, kratka przeciwrozproszeniowa Bucky’ego).

• Kręgosłup szyjny (wentro-dorsalnie) (ryc. 2.1g)

Zwierzę ułożone jest na plecach, z kończynami przednimi odciągniętymi w kierunku kaudalnym. Głowa i szyja są napięte, żuchwa leży równolegle do kasety. Wiązka centralna promieniowania powinna być wycelowana ok. 15° w kierunku kranialnym i trafiać w środek między podstawą czaszki a łopatkami, w 3. kręg szyjny (folia wzmacniająca o wysokiej czytelności, kratka przeciwrozproszeniowa Bucky’ego).

2.6.2. Kończyna przednia

• Staw barkowy (kaudo-kranialnie) (ryc. 2.1h)

Zwierzę ułożone jest na grzbiecie. Kończyna przednia jest wyciągnięta daleko do przodu w dół (asystent może oprzeć się o stół i za pomocą kończyn przednich unieruchomić głowę), klatka piersiowa odwiedziona od łopatki.

Centralna wiązka promieniowania powinna padać na kończynę na wysokości tuberculum majus humeri prostopadle do kasety. Często jest to możliwe jedynie pod wpływem narkozy (silny ekran wzmacniający, kratka przeciwrozproszeniowa Bucky’ego).

• Staw barkowy (medio-lateralnie) (ryc. 2.1i)

Badana kończyna spoczywa na kasecie, wyciągamy ją daleko do przodu, a kończynę położoną na górze ciągniemy maksymalnie do tyłu. Głowę i szyję odchylamy w kierunku dorsalnym. Centralna wiązka promieniowania zostaje skierowana w środek stawu barkowego (ekran wzmacniający o wysokiej czytelności, kratka przeciwrozproszeniowa Bucky’ego).

• Staw łokciowy (kranio-kaudalnie) (ryc. 2.1j)

W położeniu piersiowym głowę zwierzęcia odciągamy daleko do tyłu. Jednocześnie unieruchamiamy ramię oraz przyciskamy przedramię do kasety. Drugi asystent ciągnie kończynę przednią do przodu i unieruchamia ją w taki sposób, żeby na płytce leżał tylko wyrostek łokciowy, natomiast nadkłykieć nie powinien się na niej znajdować. Możliwe jest także wykonanie zdjęcia rentgenowskiego podniesionej kończyny (zaleta: wyrostek łokciowy zostaje wysunięty ze stawu).

Centralna wiązka promieniowania musi trafić w miejsce oddalone o jedną szerokość palca w kierunku dystalnym od nadkłykcia (Sinofilm).

Rycina 2.1c–h. Ułożenie małego zwierzęcia.

• Staw łokciowy (medio-lateralnie)

Ułożenie wygląda tak jak w przypadku medio-lateralnego zdjęcia stawu barkowego. Centralna wiązka promieniowania zostaje jednak skierowana na staw łokciowy.

• Stawy nadgarstka, śródręcza i palców (dorso-palmarnie)

Ułożenie zwierzęcia odpowiada ułożeniu do zdjęcia rentgenowskiego łokcia przy kranio-kaudalnym kierunku biegu promieni. Centralna wiązka promieniowania zostaje skierowana na stawy śródręcza.

• Stawy nadgarstka, śródręcza i palców (medio-lateralnie) (ryc. 2.1k)

Badana kończyna zostaje unieruchomiona za ramię oraz za łapę. Palce muszą leżeć pionowo względem siebie i płytki. Kończyna leżąca u góry zostaje wyciągnięta do tyłu. Centralną wiązkę promieniowania należy skierować na stawy śródręcza (Sinofilm).

2.6.3. Kończyna tylna

• Miednica (wentro-dorsalnie), ułożenie HD (ryc. 2.1l)

Zdjęcie zwierzęcia poddanego sedacji wykonuje się w położeniu grzbietowym. Unieruchomienie klatki piersiowej można wzmocnić przez boczne przyłożenie skierowanych w kierunku kaudalnym kończyn przednich; z reguły jednak kończyny przednie wyciąga się równolegle w kierunku kranialnym. W celu rozciągnięcia kręgosłupa i ułożenia miednicy równolegle do stołu należy kończyny tylne silnie chwycić w stawach skokowych i odciągnąć równolegle do tyłu tak daleko, aż będą spoczywały na stole rentgenowskim. Następnie nogi zostają odwiedzione i skręcone do środka. Umożliwia to prawidłowe zobrazowanie szyjek kości udowych. Rzepki są obrazowane w położeniu wewnątrz bloczka kości udowej.

Wiązka centralna zostaje nakierowana na linię środkową ciała, na wysokości krętarza większego.

• Miednica (latero-lateralnie) (ryc. 2.1m)

Kręgosłup zostaje ułożony równolegle do kasety, a kończyny tylne – wyciągnięte nieco do tyłu. Centralna wiązka promieniowania trafia w krętarz większy (ekran wzmacniający o wysokiej czytelności, kratka przeciwrozproszeniowa Bucky’ego).

Rycina 2.1i–l. Ułożenie małego zwierzęcia.

• Staw kolanowy (medio-lateralnie) (ryc. 2.1n)

Aby uniknąć nakładania się obrazów, należy odchylić kończynę położoną wyżej do tyłu i unieruchomić ogon. Badaną kończynę układa się na kasecie nieco rozciągniętą. Centralna wiązka promieniowania powinna trafić w szczelinę stawu (Sinofilm).

• Staw kolanowy (kranio-kaudalnie) (ryc. 2.1o)

Kończyny tylne wyciąga się w kierunku kaudalnym, dociśnięte do stolika i delikatnie skręcone do środka. Powoduje to przesunięcie rzepki bezpośrednio nad powierzchnię stawu.

Centralna wiązka promieniowania trafia środkowo, proksymalnie względem tuberositas tibiae.

• Stawy śródstopia (dorso-plantarnie) (ryc. 2.1p)

Zwierzę znajduje się w położeniu brzusznym. Badaną kończynę należy wyciągnąć w kierunku kranialnym i unieruchomić za udo. Śródstopie ułożone jest na kasecie w taki sposób, aby kostka lateralna i medialna znajdowały się na tej samej wysokości.

Centralna wiązka promieniowania trafia w środek stawu stępu (Sinofilm).

• Stawy śródstopia (latero-medialnie) (ryc. 2.1q)

Badana kończyna położona niżej zostaje wyciągnięta w kierunku kaudalnym i unieruchomiona za kolano. Palce powinny być ustawione pionowo względem siebie oraz płyty (Sinofilm).

• Palce (dorso-plantarnie)

Ułożenie: zob. stawy dłoni, ewentualnie stawy śródstopia.

2.6.4. Klatka piersiowa i jama brzuszna

• Klatka piersiowa (w tym przypadku w położeniu bocznym lewym)

Należy zwrócić uwagę na ułożenie kręgosłupa równolegle do kasety (podkładki). Aby uniknąć nakładania się obrazów, kończyny przednie należy wyciągnąć daleko w kierunku kranialnym. Centralna wiązka promieniowania trafia w połowie wysokości na piąte żebro. Nieostrości spowodowanych ruchem można uniknąć przez krótkotrwałe przytrzymanie nosa zwierzęcia po maksymalnym wdechu.

• Klatka piersiowa (wentro-dorsalnie)

Pacjent znajduje się w położeniu grzbietowym. Kończyny przednie zostają wyciągnięte w kierunku kranialnym.

Centralna wiązka promieniowania powinna być skierowana w środek między brzegami łopatek.

• Jama brzuszna (położenie boczne prawe)

Kończyny tylne zostają wyciągnięte daleko w kierunku kaudalnym.

Centralną wiązkę promieniowania kieruje się na badany organ, np. u psa:

Rycina 2.1m–q. Ułożenie małego zwierzęcia.

– żołądek: środkowa ściana brzucha na wysokość 12. żebra;

– nerki: granica między ¹/₃ środkową a dorsalną bocznej ściany brzucha na wysokość 2. kręgu lędźwiowego;

– jelito cienkie i grube: środek ściany brzucha, wysokość 3. kręgu lędźwiowego;

– pęcherz moczowy: granica między ¹/₃ wentralną a środkową bocznej ściany brzucha na wysokość 7. kręgu lędźwiowego.

• Jama brzuszna (wentro-dorsalnie)

Kończyny tylne powinny zostać wyciągnięte aż do płyty stołu.

Centralna wiązka promieniowania zostaje skierowana na organ, który ma zostać zobrazowany (zob. wyżej).

2.6.5. Nagromadzenia cieczy

Jeśli przypuszczamy, że w klatce piersiowej albo jamie brzusznej doszło do nagromadzenia cieczy, godne polecenia są ujęcia boczne w pozycji stojącej. Niekorzystne w przypadku obrazowania klatki piersiowej (centralna wiązka promieniowania w obszarze 5. żebra) jest to, że może dochodzić do nakładania się obrazów spowodowanego przez przednie kończyny. Także pacjenci często są bardzo niespokojni, łatwo powstają więc nieostrości spowodowane poruszeniem.

Ustawienie pacjenta na tylnych kończynach umożliwia jednoczesne zobrazowanie lustra cieczy w klatce piersiowej oraz jamie brzusznej. Centralna wiązka promieniowania trafia w środkową linię ciała, na wysokości 12. kręgu piersiowego.

2.7. Zdjęcie

Ponieważ zdjęcie rentgenowskie przedstawia obiekt tylko w dwóch wymiarach, zaleca się zawsze wykonywać dwa zdjęcia w dwóch różnych płaszczyznach.

2.7.1. Metody poprawy jakości zdjęć

• Nastawianie aparatu rentgenowskiego

Warunkiem uzyskania dobrych zdjęć rentgenowskich jest możliwie optymalne nastawienie aparatu rentgenowskiego.

Natężenie prądu w jednostce czasu (mAs) określa ilość wysłanego promieniowania rentgenowskiego w jednostce czasu. Jest to parametr odpowiedzialny za właściwą czerń tła, miarodajny również dla polepszania kontrastów.

Napięcie anodowe (kV) jest odpowiedzialne za przenikanie obiektu (= twardość promieniowania).

• Redukcja promieniowania rozproszonego

Efekt: poprawa ostrości i kontrastu

Możliwości:

– optymalna odległość między ogniskiem a błoną: 70–20 cm;

– optymalna odległość między ogniskiem a obiektywem: 5-krotna grubość obiektu;

– odległość między obiektem a kasetą z filmem utrzymać możliwie małą;

– montaż siatki przeciwrozproszeniowej między obiektem a kasetą z błoną;

– zawężenie promienia użytkowego (przesłona promieniowania rozproszonego na kołpaku lampy (kolimatora).

• Ostrość i kontrast

Ostrość, promieniowanie rozproszone i kontrast pozostają w bezpośrednim związku.

Ważne jest zadbanie o to, aby zwierzę możliwie jak najmniej się poruszało (np. stosując sedację). Przy foliach wzmacniających błona rentgenowska zostaje naświetlona z obu stron. Dzięki temu czas naświetlania ulega skróceniu o mniej więcej 1/10 sekundy. Co do kontrastu, to struktury na zdjęciu rentgenowskim dają się od siebie odgraniczyć tylko na podstawie różnej gęstości. W obszarach, w których promień trafia w błonę bez przeszkód, jest ona po wywołaniu silnie zaczerniona. Jeżeli obrazowanie struktur miękkich jest za ciemne, należy nastawić większą wartość mAs. Ażeby uwydatnić strukturę kostną, zaleca się zwiększenie nastawy kV. Obrazy z wysokim kontrastem są ostrzejsze.

Tabela 2.1. Folie rentgenowskie i ich zastosowanie

Rodzaj

Współczynnik wzmocnienia

Współczynnik naświetlenia

Przykład zastosowania

Folia silnie wzmacniająca

2

0,4

Kolano i staw biodrowy u konia

Folia uniwersalna

1

1

Folia dokładnie odwzorowująca

0,5

2

Kości palców kota

Folie specjalne

Dokładnie odwzorowujące i silnie wzmacniające

Ziemie rzadkie (SE)

Dokładnie odwzorowujące

0,01

Przykłady zastosowań

Klatka piersiowa

• Pomiar średnicy klatki piersiowej.

• Zastosowanie siatki, kiedy średnica wynosi więcej niż 15 cm.

• Dobre są urządzenia rentgenowskie umożliwiające czas naświetlania poniżej ¹/₃₀ sekundy, a jeszcze lepsze z czasem poniżej ¹/₆₀ sekundy. Naświetlenie jest optymalne, kiedy przy bocznym ujęciu widoczne są jeszcze wyrostki kolczyste.

Jama brzuszna

• Pomiar grubości jamy brzusznej przy ostatnim łuku żebrowym.

• Zastosowanie siatki, gdy zwierzę jest grubsze niż 10 cm.

• Wykonanie zdjęcia w przerwie oddechowej.

• Zwiększenie kontrastu przez zwiększenie napięcia (kV) i mały prąd lampy (mA).

• Przyczyny zbyt ciemnego obrazu:

– prześwietlony (ilość kV za duża albo za długo naświetlany);

– za długi czas w wywoływaczu.

• Przyczyny zbyt jasnego obrazu:

– niedoświetlony (ilość kV za niska albo za krótko naświetlany);

– za krótki czas w wywoływaczu albo zużyty wywoływacz.

2.7.2. Zdjęcia kontrastowe

Służą do przedstawiania struktur, które nie są widoczne na zwykłych zdjęciach.

Rozróżnia się:

• Środki kontrastowe pozytywne (dobrze pochłaniające promieniowanie rentgenowskie)

1. Wykorzystanie: przełyk, odcinek żołądkowo-jelitowy (np. proszek siarczanu baru):

– pies: 6–10 ml/kg m.c.;

– kot: 12–16 ml/kg m.c.;

– zmieszać w stosunku 1:1 z letnią wodą aż do uzyskania konsystencji papki i podać;

– przeciwwskazania: ryzyko aspiracji, perforacje.

W razie podejrzenia perforacji w celu wykonania obrazowania z użyciem kontrastu trzeba sięgnąć po mniej drażniące substancje. Wymienić należy tu zwłaszcza organiczne związki jodu. Podobne substancje stosuje się również w angiografii.

W przypadku środków kontrastowych zawierających jod do obrazowania narządów moczowo-płciowych konieczna jest przynajmniej 60–70-procentowa zawartość kontrastu (odpowiada to zawartości jodu rzędu 300–350 mg/ml w roztworze do iniekcji).

2. Wykorzystanie: zwłaszcza do diagnostyki pęcherza:

– pies: 20–30 ml;

– kot: 10–15 ml; preferowane badanie ultrasonograficzne!;

– przeciwwskazania: hipertyreoza, ciężka niewydolność nerek, uczulenie na jod.

• Negatywne środki kontrastujące (słabo pochłaniające promieniowanie rentgenowskie)

Zastosowanie: obrazowanie pęcherza (np. CO₂, powietrze – podawane do pęcherza za pomocą cewnika, tzw. pneumografia):

– mały pies: 20–30 ml powietrza;

– duży pies: 100 ml powietrza.

Uwaga: W przypadku kota zalecane jest użycie CO₂ zamiast powietrza!

• Obrazowanie z podwójnym kontrastem

Obydwie metody można też zastosować naprzemiennie, np. podając po zakończeniu kontrastowania pozytywnego powietrze. Ta metoda nadaje się zwłaszcza do badania układu pokarmowego (żołądka i jelit) i pęcherza moczowego, ponieważ pozwala na bardzo dobre zobrazowanie ścian narządów oraz śluzówek. Pomocne jest dodatkowo zastosowanie spazmolityków.

2.8. Wywoływanie

Ciemnia powinna się znajdować w bezpośrednim sąsiedztwie gabinetu rentgenowskiego. Powinna być od niego oddzielona przedsionkiem (śluzą świetlną). Oświetlenie czerwonym światłem.

• Wywoływanie ręczne (w miseczkach i wanienkach; czas trwania: ok. 45 minut)

Stanowisko suche: wyjmowanie błony z kasety i rozpinanie w ramkach.

Stanowisko mokre:

– wywoływacz (fenidon–hydrochinon, 4–8 minut, 20°C);

– płukanie (bieżąca woda, 1 minuta);

– utrwalanie (tiosiarczan sodu 15 minut, benzokatechina 2 minuty);

– płukanie (bieżąca woda, 20–30 minut);

– suszenie (na powietrzu lub w suszarce).

• Maszyna do wywoływania (czas trwania: ok. 2 minuty)

Rozgrzać maszynę, konieczny będzie specjalny film.

Wady: wysoka cena, konieczność konserwacji maszyny, brak wpływu na jakość zdjęcia.

2.9. Oglądanie oraz ocena zdjęcia

Do oceny zdjęcia rentgenowskiego najlepiej nadaje się zaciemniony pokój z negatoskopem, ponieważ umożliwia on równomierne naświetlenie obrazu. Za pomocą tzw. masek albo regulowanych żaluzji można dopasować negatoskop do formatu błony. Do obserwacji szczegółów bardzo się przydaje lupa.

Znajomość anatomii jest podstawą oceny zdjęć rentgenowskich. Ważne jest staranne obejrzenie wszystkich struktur pod kątem położenia, kształtu i wielkości. Powinno się przy tym zawsze postępować według określonego schematu (np. z zewnątrz do wewnątrz, z przodu do tyłu). W przeciwnym razie istnieje niebezpieczeństwo, że z powodu wstępnej diagnozy skupimy się na określonych częściach ciała lub organach i przeoczymy inne ważne zmiany.

2.10. Ochrona przed promieniowaniem

Promienie rentgenowskie kumulują się w organizmie i ze względu na swoje działanie jonizujące wywołują zmiany biologiczne (somatyczne i genetyczne). Z tego powodu należy starać się utrzymać ekspozycję na promieniowanie wszystkich obecnych osób (współpracownicy, właściciele pacjentów) na możliwie najniższym poziomie. Zawsze należy się upewnić, czy w ogóle istnieją wskazania do wykonania badania rentgenowskiego! Jeżeli tak, to wymagane jest wyposażenie ochronne składające się z fartucha (z osłoną tarczycy) oraz rękawic (z wkładkami gumowo-ołowianymi). Zgodnie z przepisami[1] wszyscy współpracownicy przebywający w obszarze badania (gabinet rentgenowski) powinni mieć pod ubraniem ochronnym dozymetr. Właściciele pacjentów otrzymują tzw. dozymetr sztabkowy, który można odczytać bezpośrednio. Kobiety ciężarne oraz młodzież poniżej 18. roku życia (oprócz praktykantów) nie powinni wchodzić do gabinetu rentgenowskiego.

Zezwolenie na użytkowanie aparatu wydaje zwykle urząd inspekcji przemysłowej[2]. Według przepisów niemieckich aparat rentgenowski sprawdza i dokonuje odbioru dozór techniczny Niemieckiego Urzędu Dozoru Technicznego (Technischer Überwachungsverein, TÜV); co 5 lat odbywa się ponowny pomiar dawki promieniowania. Wspomniane badania techniczne są zlecane dozorowi przez specjalistę – użytkownika urządzenia rentgenowskiego (lekarza weterynarii), który jako osoba odpowiedzialna za ochronę przed promieniowaniem rentgenowskim podlega regularnym szkoleniom. Nie należy o tym zapominać, ponieważ wiąże się to z dotkliwymi karami pieniężnymi!

• Dokumentacja

Należy prowadzić książkę, w której zapisywane jest każde użycie aparatu rentgenowskiego (data, jakość promieni, odległość od błony, pacjent, wielkość pola, rodzaj folii). Książkę należy przechowywać przez 10 lat.

Zdjęcia rentgenowskie należy przechowywać przez 6 lat (a najlepiej dopóki pacjent żyje); wydanie zdjęć właścicielowi pacjenta (który jest też właścicielem zdjęć) należy odpowiednio udokumentować.

• Podstawa prawna

Rozporządzenie o ochronie przed następstwami powodowanymi przez promieniowanie rentgenowskie (Rozporządzenie rentgenowskie, RöV) z przynależnymi do niego postanowieniami wykonawczymi obejmuje wszystkie zastosowania techniczne, medyczne i weterynaryjne. Rozporządzenie o zmianie rozporządzenia rentgenowskiego obowiązuje jako przepis wykonawczy do:

– dyrektywy 96/29/EURATOM Rady z dnia 13 maja 1996 r. w sprawie określenia podstawowych norm bezpieczeństwa dotyczących ochrony zdrowia pracowników i ludności przed zagrożeniami ze strony promieniowania jonizującego i

– dyrektywy 97/43/EURATOM Rady z dnia 30 czerwca 1997 r. w sprawie ochrony zdrowia osób przed zagrożeniami od promieniowania jonizującego podczas ekspozycji medycznej,

a także uchyla dyrektywę 84/466/EURATOM.

Literatura oraz odnośnik do strony internetowej

Hecht S.: Röntgendiagnostik in der Kleintierpraxis. Schattauer, Stuttgart 2008.

Schebitz H., Wilkens H., Waibl H., Mayrhofer E.: Atlas der Röntgenanatomie der Katze, 2 tomy. Parey, Stuttgart 2005.

www.gesetze-im-internet.de.

3. Szycie chirurgiczne

3.1. Szwy oraz igły

3.1.1. Nici chirurgiczne

3.1.2. Igła

3.2. Szycie chirurgiczne

3.2.1. Technika zakładania węzłów

3.2.2. Technika szycia

3.3. Drenaże

Historia szycia chirurgicznego sięga początków ludzkości. Na początku do zespalania brzegów wszystkich ran używano tych samych materiałów, którymi zamykano rany skórne – były to np. włosy, ścięgna zwierzęce, włókna skręcone z jelit zwierzęcych, włókna roślinne, jak również delikatne paski ze skóry czy pergaminu. Dopiero w 1860 r. – wraz z wprowadzeniem karbol-katgutu – pojawiły się pierwsze „prawdziwe” resorbowalne materiały szewne pochodzenia zwierzęcego, a po nich w 1931 r. materiały syntetyczne z alkoholu poliwinylowego. Tymczasem w Unii Europejskiej produkcja i stosowanie katgutu zostały zabronione, ponieważ od 2001 r. całe jelito bydlęce pochodzące od krów niezależnie od ich wieku traktowane jest jako materiał wysokiego ryzyka i podlega obowiązkowej bezpiecznej utylizacji. W charakterze alternatywy mamy do dyspozycji katgut owczy i kozi oraz liczne syntetyczne materiały resorbowalne, np. szwy z kwasu poliglikolowego (PGS) i polidioksanonu (PDS). Do syntetycznych szwów nieresorbowalnych należą szwy z poliamidu (supramid) i poliestru.

Obecnie rozdzielone tkanki adaptuje się za pomocą specjalnych szwów, klamer albo klejów. Szew wspomaga oraz skraca leczenie przez zbliżenie tkanek do siebie. Do ligatur wykorzystać można spinki z tworzyw sztucznych. Kleje narządowe (klej fibrynowy) znajdują zastosowanie np. przy rozdarciach wątroby albo śledziony.

3.1. Szwy oraz igły

3.1.1. Nici chirurgiczne

Materiały szewne, jak już wspomniano, dzielą się na wchłanialne oraz niewchłanialne (tab. 3.1) z różną strukturą nici (mono- i poli- albo multifilową; ryc. 3.1).

Tabela 3.1. Różne rodzaje materiałów szewnych

Materiał szewny

Zalety

Wady

Szwy wchłanialne

Pochodne kwasu poliglikolowego

• Mięśnie, powięzi, przepukliny, ligatury, narządy „rurowe”

• Czas połowicznego rozpadu: ok. 18 dni

• Rozpad hydrolityczny, dzięki temu niedrażniące

• Duża wytrzymałość na rozciąganie i zrywanie

• Podczas rozkładu powstają związki grzybo-, bakterio- i wirusobójcze, które przyspieszają gojenie rany

• Także do zastosowania w ranach zainfekowanych

• Drogie

• Nie nadają się do tkanek o wysokim pH (np. w zapaleniu pęcherza moczowego z pewnymi szczepami bakterii albo u roślinożerców, ponieważ ich mocz fizjologicznie wykazuje wysokie wartości pH!) – szew rozpuszcza się wtedy już po kilku dniach

Polidioksanon

• Przepukliny, ścięgna, rany po laparotomii u konia oraz każde zastosowanie jak w przypadku pochodnych kwasu poliglikolowego

• Czas połowicznego rozpadu: ok. 7 tygodni

• Hydrolityczny rozkład

• Wytrzymałość węzła jest dwa razy większa niż w przypadku katgutu

• Utrata wytrzymałości na rozerwanie jest tylko w połowie tak duża jak szwów z pochodnych kwasu poliglikolowego

• Czas absorpcji: ok. 180 dni

• Drogie

Katgut

• Mięśnie, powięzi, tkanka podskórna, ligatury

• Czas połowicznego rozpadu surowego katgutu: 6–7 dni, katgutu powlekanego chromem: 14 dni

• Pewna elastyczność warunkowana spiralną strukturą

• Tani materiał z elementów jelit cienkich owiec oraz kóz (bydlęce zakazane w UE)

• Rozkład enzymatyczny warunkuje występowanie reakcji zapalnych

• Szybka utrata wytrzymałości na rozciąganie oraz zrywanie

• Zrywa się szybko w okolicy węzła

• Należy wiązać co najmniej 3 węzły jeden nad drugim

Szwy niewchłanialne

Jedwab

• Szwy skórne, świnia: także podwiązania, jak również mięśnie i szwy powięziowe

• Bardzo tani materiał szewny

• Miękkie

• Bardzo dobrze się wiąże

• W przypadku świni niedrażniące

• Surowe: bardzo duże działanie kapilarne, które można zredukować przez woskowanie

Metale

• Brak działania kapilarnego

• Łatwe do sterylizacji

• Największa wytrzymałość na rozciąganie i zrywanie

• Całkowicie niedrażniące

• Nadają się do stosowania także w zainfekowanych tkankach

• Trudna technika wiązania spowodowana dużą sztywnością materiału

Poliamid, poliester, polietylen

• Wszystkie tkanki, które nie mogą być zszywane materiałami wchłanialnymi

• Niedrogie

• Wysoka wytrzymałość na rozciąganie i zrywanie

• Nie wchodzą w reakcję w tkankach

• Bardzo dobre właściwości także w przypadku bardzo cienkich nici (mikrochirurgia)

Rycina 3.1. Struktury nici chirurgicznych.

Nici chirurgiczne resorbowalne są rozpuszczane w organizmie enzymatycznie (katgut) albo hydrolitycznie (PGS i PDS) i wchłaniane. Nici niewchłanialne (jedwab, przędza, metal, poliamid, poliester, polietylen) pozostają w tkankach, nie wywołując żadnej reakcji, albo ulegają rozkładowi dopiero po długim czasie. Nici monofilowe wytwarza się metodą stopową (tzw. ekstrudowanie). Mają one gładką zwartą powierzchnię o dobrych właściwościach poślizgowych. Wadą jest gorsze trzymanie węzła. W przypadku nici poli- i multifilowych skręca się ze sobą, splata albo przędzie wiele pojedynczych włókien, tak że węzeł mocno „siedzi”. Nici splecione powstają np. z nici poliamidowych i poliestrowych. Do nici przędzionych należą len i jedwab.

Z punktu widzenia klinicznego miarodajnymi cechami jakości nici są:

• sterylność;

• wytrzymałość na rozciąganie i zrywanie, mocne węzły;

• elastyczność;

• tolerancja tkankowa (niedrażniące i niesączące);

• niskie działanie kapilarne lub jego brak.

Szew spełnia swoją funkcję, dopóki jego wytrzymałość na zrywanie jest większa od wytrzymałości tkanki, którą ma trzymać. Siła zrywająca stale maleje, aż do momentu, kiedy szew już nie trzyma (mimo że nie został jeszcze całkowicie wchłonięty).

Uwaga: Czas resorpcji nie oznacza utraty wytrzymałości na zrywanie. Dlatego podaje się zwykle czas połowicznej resorpcji nici, uwzględniający siłę rozdarcia.

Każda substancja, z której wykonano nici chirurgiczne, wywołuje specyficzną reakcję na ciało obce. Intensywność reakcji tkanki łącznej wzrasta w następującej kolejności: stal, poliester, polidioksanon, pochodne kwasu poliglikolowego, jedwab, przędza, katgut i katgut chromowany.

Wytyczne przy wyborze materiałów szewnych:

• szew skórny: stal albo syntetyczne nici monofilowe, taśma klejąca, klamrowanie;

• szew zatopiony: wchłanialne nici syntetyczne (pochodne kwasu poliglikolowego, polidioksanon);

• szew błony śluzowej: katgut w przypadku szwu dwurzędowego albo pochodne kwasu poliglikolowego;

• szew naczynia krwionośnego: wchłanialne albo niewchłanialne nici syntetyczne;

• powięzi i rozścięgna: drut albo jak w przypadku szwu naczynia krwionośnego;

• rany zainfekowane: wchłanialny syntetyczny materiał szewny (zwłaszcza pochodne kwasu poliglikolowego).

Obecnie nici chirurgiczne, oprócz znanych szpulek z nićmi w małych opakowaniach, często oferowane są w komplecie z igłą. Na opakowaniach takiej kombinacji zapisane są liczne informacje ważne dla lekarza (ryc. 3.2) zawierające dane w systemie metrycznym i USP. Ponieważ informacje te nie zawsze da się odnaleźć w literaturze, pomocna będzie tabela przeliczeniowa (tab. 3.2).

Rycina 3.2. Komplety igieł z nicią chirurgiczną wraz z informacjami.

Tabela 3.2. Pomoc w przeliczaniu informacji dotyczących wytrzymałości szwów w systemie metrycznym i USP

Katgut

Inne nici

Farmakopea Europejska – system metryczny

Średnica w mm w określonych odmianach

7/0

6/0

0,7

0,07

6/0

5/0

1

0,1

5/0

4/0

1,5

0,15

4/0

3/0

2

0,2

3/0

2/0

3

0,3

2/0

0

3,5

0,35

0

1

4

0,4

1

2

5

0,5

2

3

6

0,6

3

4

7

0,7

4

5

8

0,8

5

6

9

0,9

Grubość nici określono jako X/0. Duże wartości X/0 (np. 7/0–10/0) oznaczają szczególnie cienkie nici.

3.1.2. Igła

Dla różnych zakresów zastosowań istnieją różne kształty igieł.

Kształt igły (przekrój igły)

Grubość igły jest określana jej numerem.

Okrągła = atraumatyczna albo uzbrojona, nie tnie tkanek.
Zastosowanie: oczy, naczynia krwionośne, narządy „rurowe”, np. ściana jelit, mięśnie.

Trójkątna = traumatyczna z ostrymi brzegami, które tną tkankę
Zastosowanie: łatwe szycie także twardych tkanek, np. ścięgien, powięzi, więzadeł i skóry.

Szpatułkowata albo kształtu lancetowatego = specjalny kształt do chirurgii ocznej, opon i powięzi.

Połączenia igły z nicią chirurgiczną

• Igła z uchem

– Chodzi tu o klasyczną metodę, w której nić jest przeciągana przez ucho igły (ryc. 3.3a).

– Zalety: korzystne cenowo; igła nadaje się do wielokrotnego użytku, ponadto można swobodnie zmieniać długość nici.

– Wady: podczas nawlekania nić zostaje lekko zaklinowana, co wpływa na podatność na zrywanie w tym miejscu (ryzykowne przy szwach ciągłych). Ponadto przekrój ucha igły jest większy od przekroju igły, co powoduje silniejsze traumatyzowanie tkanek.

• Kombinacje igły z nicią

Nić jest przyklejona, ewentualnie wprasowana do igły (ryc. 3.3b)

– Zalety: dzięki dopasowaniu przejścia od igły do nici traumatyzacja tkanek jest znacznie mniejsza.

– Wady: kosztowniejsze; system ten natrafia na ograniczenia np. w chirurgii bydła, gdzie stosowane są bardzo długie nici, bardzo duże igły i korzystne cenowo kombinacje powyższych.

Rycina 3.3. Zachowanie igły z uchem oraz igły z przymocowaną na stałe nicią podczas penetracji. a) Igła z uchem. Przekłuwana tkanka jest wyraźnie traumatyzowana. b) Igła z nicią przyklejoną, która bez większej traumatyzacji prześlizguje się przez tkanki, ponieważ nić łączy się z igłą bez wyraźnego przejścia.

Igły specjalne

W niektórych wskazaniach stosowane są igły specjalne, przedstawione i opisane na rycinie 3.4a–c.

Rycina 3.4. Igły specjalne. a) Igła Buhnera (Gerlacha), zakończona uchem igła do nakładania opatrunku Buhnera przy wypadaniu pochwy u bydła, owiec i kóz. b) Igła pusta w środku do zamknięcia sromu przy czasowym zamknięciu pochwy. c) Igła Deschamps’a do zakładania głębokich ligatur w jamie brzusznej lub klatce piersiowej.

3.2. Szycie chirurgiczne

3.2.1. Technika zakładania węzłów

W medycynie stosuje się z reguły węzły chirurgiczne, które już po założeniu pierwszego oplotu utrzymają napiętą tkankę. Podwójny oplot daje szeroką podstawę, która dobrze rozkłada nacisk. Zależnie od materiału szewnego na węzeł chirurgiczny zakłada się raz lub więcej razy węzeł refowy albo żeglarski, aby zapobiec poluzowaniu węzła. Nie należy stosować węzła babskiego, który ze względu na swoje jednokierunkowe umocowanie może się poluzować i doprowadzić do niepożądanego otwarcia rany. Rycina 3.5a–c pokazuje szczegółowo różnicę.

W technice wiązania istnieją dwie metody, które należy dobrze opanować, ponieważ się uzupełniają:

• ręczna technika wiązania palcami;

• wiązanie narzędziami za pomocą pęsety i imadła chirurgicznego.

Zalety i wady obu przedstawiono w tabeli 3.3.

Firmy wytwarzające materiały szewne oferują tzw. deseczki do nauki wiązania węzłów (częściowo z odpowiednimi instrukcjami), aby ułatwić opanowanie tych technik. Deseczki można też przygotować samodzielnie. Wystarczy przymocować dwie grube nici do okrągłego kawałka drewna (np. kija od miotły) i model do ćwiczeń gotowy. Dodatkowo dostępna jest fachowa literatura.

Rycina 3.5. Chirurgiczna technika wiązania węzłów. a) Węzeł babski – prosto zawiązany węzeł stosowany w gospodarstwie domowym; szwy zawiązane dwa razy w ten sam sposób. b) Węzeł żeglarski (refowy); przy drugim oplocie szew prowadzony jest w przeciwnym kierunku, co powoduje, że nawet w przypadku gładkich nici jest stabilny. c) Węzeł chirurgiczny – jak węzeł żeglarski. tylko z podwojonym pierwszym oplotem. Po pierwszym oplocie węzeł trzyma na tyle dobrze, że tkanka jest zaadaptowana.

Tabela 3.3. Zalety i wady technik wiązania węzłów

Technika wiązania

Zalety

Wady

Wiązanie ręczne

• Możliwe wiązanie z czuciem

• Bardzo szybko

• Droga na skutek większego zużycia nici

• Wymaga więcej miejsca

Wiązanie za pomocą narzędzi

• Taniej

• Wymaga mniej miejsca

• Bardziej higieniczne, ponieważ ręce mają mniejszy kontakt z raną

• Mniej wyczucia podczas wiązania

• Czasochłonne

3.2.2. Technika szycia

Istnieje wiele metod, nadających się lepiej lub gorzej do zamknięcia rany. Ogólnie rozróżnia się szwy pojedyncze oraz szwy ciągłe, jak również liczne szwy specjalne. Wiele technik ma własne nazwy. Krótki przegląd zamieszczono w tabeli 3.4 oraz na rycinach 3.6–3.9.

Tabela 3.4. Zalety i wady szwów pojedynczych i ciągłych

Metoda

Zalety

Wady

Szew pojedynczy

• W przypadku rozdarcia jednego szwu całość nie jest jeszcze zagrożona

• W przypadku nagromadzenia wydzieliny w ranie można usunąć wybrane szwy, nie narażając całości

• Mniejszy nacisk na brzeg rany i co za tym idzie, lepsza perfuzja rany z lepszymi perspektywami gojenia

• Elastyczna technika szycia

• Czasochłonne

• Duże zużycie materiału szewnego

• Dużo węzłów w pewnych okolicznościach może zakłócać gojenie się rany

Szew ciągły

• Szybsze zamknięcie rany

• Oszczędne zużycie nici

• Tylko dwa węzły na szew, co minimalnie obciąża tkankę

• Jeśli nić zerwie się w jednym miejscu, całości szwu nie da się już uratować

• Przy długich szwach wskutek ruchów wykonywanych po operacji może dojść do zmian w układzie naprężeń i nieszczelności rany (np. szwy macicy)

• Struktury hamujące perystaltykę w jelitach

• Słaba perfuzja brzegów rany

Porady praktyczne

• Wprowadzać do rany możliwie mało materiału szewnego.

• W przypadku ran z dużym naprężeniem lepiej założyć wiele cienkich szwów niż mało grubych.

• Odstępy między szwami oraz szwem i brzegiem rany powinny być mniej więcej równe grubości brzegów rany.

• Brzegi rany należy oszczędzać, tzn. adaptować je tak lekko, jak to możliwe, żeby nie utrudniać cyrkulacji krwi w tej okolicy (w przeciwnym razie mogą wystąpić zakłócenia w gojeniu, np. obrzęki brzegów rany, rozejścia się szwów albo nawet martwice).

• Szwy pojedyncze wiązać równomiernie.

• Zachować taki sam odstęp od brzegu rany w miejscu wejścia i wyjścia igły (ryc. 3.6a).

• Nie szyć ran ani zbyt płytko, ani zbyt głęboko (ryc. 3.6b, c).

Rycina 3.6. Najważniejsze zasady techniki szycia. a) Prawidłowo poprowadzony szew. b) Szew poprowadzony zbyt płytko (powstają puste przestrzenie). c) Szew poprowadzony nierównomiernie (zawijanie się brzegów rany).

Najważniejsze techniki szycia

• Szwy pojedyncze (ryc. 3.7; 1.5)

– Szew węzełkowy (ryc. 3.7; 1)

– Szew U (szew wsteczny) (ryc. 3.7; 2)

– Szew materacowy Donatiego (ryc. 3.7; 2a)

– Szew materacowy Allgöwera (ryc. 3.7; 2b)

– Szew ósemkowy Mosera (ryc. 3.7; 3)

– Szew ósemkowy Forssella (ryc. 3.7; 3a)

– Szew ukośny (sułtański) (ryc. 3.7; 4)

– Szwy zmniejszające naprężenie (ryc. 3.7; 5)

Rycina 3.7. Szwy pojedyncze. 1) Szew węzełkowy, stosowany w obszarach o niskim naprężeniu i miejscach trudno dostępnych (skóra i jama brzuszna). 2) Klasyczny szew U. 2a) Szew materacowy Donatiego (tworzy grzebień i zapewnia dobrą perfuzję rany). 2b) Szew materacowy Allgöwera (nie tworzy grzebienia i zapewnia dobrą adaptację), stosowany w obszarach o dużym naprężeniu; adaptacja płaskich powierzchni (skóra, mięśnie, przepukliny). 3) Szew ósemkowy Mosera (konieczna uciążliwa zmiana ustawienia igły). 3a) Szew ósemkowy Forssella (bez zmiany ustawienia igły; stosowany do jednoczesnego łączenia skóry i powięzi). Obydwie techniki umożliwiają jednoczesną adaptację różnych warstw.

Rycina 3.7. Szwy pojedyncze. 4) Szew ukośny (sułtański). Stosowany w miejscach o wysokim naprężeniu (np. szew linea alba u psa). 5) Szew zmniejszający naprężenie; metoda z licznymi wariantami częściowo z wykorzystaniem odcinków wężyka. Ilustracja ukazuje prosty szew zmniejszający naprężenie (zastosowanie do skóry).

• Szwy ciągłe (ryc. 3.8; 1–5)

– Szew ciągły na „okrętkę” (ryc. 3.8; 1)

– Szew Reverdina (ryc. 3.8; 1a)

– Szew materacowy (szew ciągły U) (ryc. 3.8; 2)

– Szew Lemberta (ryc. 3.8; 3)

– Szew Schmiedena (ryc. 3.8; 4)

– Szew śródskórny Halsteda (ryc. 3.8; 5)

• Szwy specjalne

Szew ósemkowy oplatający (ryc. 3.9; 1)

Szew ścięgien (ryc. 3.9; 2)

– Bunnela (ryc. 3.9; 2a)

– Kesslera (ryc. 3.9; 2b)

Szew naczyniowy (ryc. 3.9; 3)

– małe naczynia (ryc. 3.9; 3a)

Szew brodawki sutkowej (ryc. 3.9; 4)

– Allgöwera (ryc. 3.9; 4a)

Szew macicy (zob. s. 46)

Szew żwacza (ryc. 3.9; 5)

Klasyczny szew jelitowy (ryc. 3.9; 6)

Zgodna adaptacja warstw (ryc. 3.9; 6a)

Szew przepukliny (ryc. 3.9; 7)

– Guibe i Quenu (ryc. 3.9; 7a)

– Beckera (ryc. 3.9; 7b)